| Autore |
Discussione |
|
|
Cangrande
Utente Junior
Prov.: Verona
280 Messaggi |
 Inserito il - 21 aprile 2006 : 18:30:12
|
|
Volevo sapere come si trattano i risultati di una real time, in particolar modo che formule si applicano per costruire le barre d'errore.
|
Magnifico atque victoriosissimo Domino, Domino Kani Grandi de la Scala. |
|
|
|
|
chick80
Moderatore
Città: Edinburgh
11491 Messaggi |
 Inserito il - 22 aprile 2006 : 01:35:41
|
Io con la TaqMan facevo cosi':
Trovo il Ct dei vari campioni per il mio gene di interesse X e per uno standard interno (solitamente 18S)
Calcolo il deltaCt (DCt) tra CtX e Ct18S per il singolo capione.
In generale il mio esperimento era qualcosa tipo:
A) piastre di cellule trattate con veicolo |
B) piastre di cellule trattate con sostanza1 |--> estrarre RNA e fare realtime
C) piastre di cellule trattate con sostanza2 |
A questo punto quindi, avendo vari campioni di A, B e C calcolavo la media dei deltaCt nel gruppo A (controlli) e calcolavo i DDCt (delta delta Ct) come differenza fra il deltaCt nei singoli campioni e il deltaCt medio dei controlli.
Infine calcoli 2 elevato a -DDCt, che e' il valore su cui alla fine vai a lavorare. Il motivo di 2^(-DDCt) semplificando molto e' che nella PCR se parti da 1 molecola di DNA, al secondo ciclo (teoricamente) ne hai 2, poi 4, poi 8 etc.
Quindi, ora hai tutti i tuoi 2^-DDCt, procedi normalmente con un'analisi statistica: calcoli la media, e l'errore std e se hai solo due gruppi usi un t test per vedere se sono diversi, altrimenti se hai piu' gruppi, come nel mio esempio, usi un ANOVA. |
Sei un nuovo arrivato?
Leggi il regolamento del forum e presentati qui
My photo portfolio (now on G+!) |
 |
|
|
Cangrande
Utente Junior
Prov.: Verona
280 Messaggi |
Inserito il - 28 aprile 2006 : 17:11:09
|
Ok mi hai confermato che il metodo che usavo è quello giusto, ma io volevo avere informazioni sul metodo per calcolare le barre d'errore. A me hanno consigliato di usare il metodo seguente:
BARRA POSITIVA: 2-ddt*(2^s-1)
BARRA NEGATIVA: 2-ddt*(1-2^-s)
Questo metodo è matematicalmente corretto ma mi da delle barre maggiori al crescere dell'espressione del gene.Nel mio caso devo confrontare geni che si inducono o reprimono di molto rispetto al controllo e quindi inevitabilmente la barra d'errore è gigantesca e soprattutto chi vede il lavoro ne resta colpito (ahimè negativamente).
Voi come fate? |
Magnifico atque victoriosissimo Domino, Domino Kani Grandi de la Scala. |
|
|
|
chick80
Moderatore
Città: Edinburgh
11491 Messaggi |
Inserito il - 29 aprile 2006 : 02:08:30
|
Hmmm... non conosco quelle formule.
Comunque se supponi una distribuzione gaussiana dei tuoi dati (e non c'e' motivo di pensare altrimenti) puoi usare semplicemente l'errore standard (SEM), cioe' deviazione standard/radice quadrata del numero di campioni che non dipende dal valore assoluto dei tuoi risultati e diminuisce all'aumentare del numero di campioni, ovviamente.
PS: dai un occhiata a questo, puo' tornarti utile
http://www.molecularlab.it/forum/topic.asp?TOPIC_ID=1286 |
Sei un nuovo arrivato?
Leggi il regolamento del forum e presentati qui
My photo portfolio (now on G+!) |
|
|
|
Cangrande
Utente Junior
Prov.: Verona
280 Messaggi |
Inserito il - 03 maggio 2006 : 11:01:46
|
| grazie |
Magnifico atque victoriosissimo Domino, Domino Kani Grandi de la Scala. |
|
|
|
paolo71
Nuovo Arrivato
3 Messaggi |
Inserito il - 12 ottobre 2012 : 19:53:17
|
salve ,
sono nuovo del forum ,aiutatemi , volevo sapere come posso quantificare espressione di un gene x utilizzando un housekep gene 18s su un solo campione , senza usare un campione controllo ?
io pensavo di utilizzare la quantificazione assoluta ma non riesco a trovare la formuma con le efficenze dei due geni.
grazie |
|
|
|
SpaziO InfinitO
Nuovo Arrivato
Prov.: TO
Città: Torino
49 Messaggi |
Inserito il - 18 marzo 2016 : 00:46:55
|
Citazione:
Messaggio inserito da chick80
Hmmm... non conosco quelle formule.
Comunque se supponi una distribuzione gaussiana dei tuoi dati (e non c'e' motivo di pensare altrimenti) puoi usare semplicemente l'errore standard (SEM), cioe' deviazione standard/radice quadrata del numero di campioni che non dipende dal valore assoluto dei tuoi risultati e diminuisce all'aumentare del numero di campioni, ovviamente.
PS: dai un occhiata a questo, puo' tornarti utile
http://www.molecularlab.it/forum/topic.asp?TOPIC_ID=1286
Ciao!! Ho proprio bisogno di questo! Sto cercando di confrontare diverse linee cellulari sottoposte alla stessa serie di trattamenti (a diverse concentrazioni della molecola che sto sperimentando). Vorrei vedere che è effetto hanno le diverse concentrazioni sull'espressione del fattore di trascrizione d'interesse. Considerando una linea cellulare ho:
- 1 valore SEM per controllo
- 1 valore SEM per trattamento a concentrazione X
- 1 valore SEM per trattamento a concentrazione Y
- 1 valore SEM per trattamento a concentrazione Z
Quando creo il grafico su excel, come faccio ad inserire i valori SEM? Sono andato su barre di errore --> Personalizzato --> su valori positivi ho aggiunto questi 4 valori e così anche per i valori negativi.
Ma ho notato che le barre di errore non hanno senso, dopo questo processo :S |
Il sapere non viene da solo, bisogna ricercarlo. |
|
|
| |
Discussione |
|
