Da circa 6 mesi sto lavorando ad un progetto di silenziamento inducibile usando un vettore homemade che dirige l'espressione tet-dipendente di shRNA diretti verso un enzima housekeeping (endogeno in cellule Hela).
Dalla sequenza di due siRNA sperimentalmente efficaci, ho ricavato e clonato due shRNA corrispondenti in un plasmide homemade di tipo inducibile (precisamente: presenta un promotore H1 modificato con l'aggiunta di un elemento tetO). Nonostante il vettore sia giā stato largamente utilizzato con successo in letteratura, nel mio caso non sembra funzionare per nulla!
L'attivitā enzimatica del mio target non vuole saperne di calare e il suo trascritto non sembra subire variazioni significative in RT-PCR semiquantitativa, nemmeno dopo transienti in tutte le salse e neppure dopo selezione di cloni selezionati e quindi stabilmente integranti il plasmide in questione!!!
Inizio a dubitare del sistema inducibile scelto: utilizzo una linea cellulare di Hela stabilmente integrante il transattivatore tTA2, che funziona perfettamente con l'espressione di proteine diretta da promotori CMV (si spegne a concentrazioni crescenti di doxaciclina) ma che non sembra fare una mazza col promotore H1 nč in presenza nč in assenza totale di doxaciclina.
Problema: questa cosa DEVE riuscire prima di giugno.
Qualcuno ha un qualche minimo consiglio da darmi?
Volere libera : questa é la vera dottrina della volontā e della libertā (F.W. Nietzsche)
Ho visto clonare un shRna in un vettore usando un piccolo stratagemma: usare l'inserto non defosforilato e defosforilare solo il plasmide. Non ne ho avuto un esperienza diretta quindi non ti so dire di pių... ciao
Beh č uno stratagemma abbastanza comune per il clonaggio plasmidico. Fortunatamente il clonaggio mi č andato bene: la cosa problematica č l'espressione!
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